Влияние компонентов окислительно-восстановительного взаимодействия на сравнительный фибринолиз фибринового сгустка в модельной системе in vitro №02 2013

Кардиология Кардиологический вестник - Влияние компонентов окислительно-восстановительного взаимодействия на сравнительный фибринолиз фибринового сгустка в модельной системе in vitro

Для цитированияСкрыть список
А.В.Ваваев1, А.Д.Турашев1, А.В.Ваваева2, Н.М.Кутузова2, А.В.Максименко1. Влияние компонентов окислительно-восстановительного взаимодействия на сравнительный фибринолиз фибринового сгустка в модельной системе in vitro. Кардиологический вестник (архив 2006-2013 гг.). 2013; 02: 
Резюме
Цель исследования. Выяснить влияние на фибринолиз окислительно-восстановительных взаимодействий пероксида водорода и биферментного конъюгата супероксиддисмутаза-хондроитинсульфат-каталазы (СОД-ХС-КАТ), протекающих внутри или снаружи фибринового сгустка.
Материалы и методы. В модельной системе in vitro компоненты оксидантно-антиоксидантного взаимодействия (Н2О2 и СОД-ХС-КАТ) добавляли либо в тромбин-фибриногеновую смесь формирующегося фибринового сгустка, либо в омывающий его буферный раствор с урокиназой и плазминогеном для последующего определения скорости фибринолиза по изменениям абсорбции раствора и массе сохраняющегося сгустка.
Результаты. При разной локализации пероксид водорода ингибировал фибринолиз, придавая структуре сгустка резистентность к фибринолизу. Биферментный конъюгат встраивался в структуру сгустка, что снижало его антиоксидантное действие и фибринолиз. Одновременное присутствие в растворе или в сгустке обоих компонентов исследуемого окислительно-восстановительного взаимодействия обеспечивало наилучший фибринолиз.
Заключение. Полученные данные подчеркивают важность определения оптимума эффективных доз антиоксиданта и своевременность его введения для действенного фибринолиза в условиях окислительного стресса.
Ключевые слова: фибриновый сгусток, окислительный стресс, фибринолиз, пероксид водорода, антиоксиданты, биферментный конъюгат супероксиддисмутаза-хондроитинсульфат-каталаза, структура сгустка, резистентность к фибринолизу.

The influence of redox interaction components on comparative fibrinolysis in vitro
A.V.Vavaev, A.D.Turashev, A.V.Vavaeva, N.M.Kutuzova, A.V.Maksimenko

Summary
Aim. To elicit the influence of redox interaction (hydrogen peroxide and superoxide dismutase-chondroitin sulphate-catalase /SOD-CHS-CAT/conjugate) on fibrinolysis within and outward fibrin clot.
Materials and methods. Hydrogen peroxide and SOD-CHS-CAT were added to thrombin/fibrinogen mixture of forming fibrin clot (within it) or in buffer solution with urokinase and plasminogen (outward clot) for further control of fibrinolysis in model system in vitro.
Results. Hydrogen peroxide induced fibrinolytic resistance at any localization of it. Conjugate of SOD-CHS-CAT incorporated in fibrin clot decreasing antioxidant action and fibrinolysis. Simultaneous presence of bienzyme conjugate and hydrogen peroxide conduced the most high fibrinolysis.
Conclusion. Optimum of effective antioxidant doses and timeliness of its administration are determinant for efficient fibrinolysis at oxidative stress.
Key words: fibrin clot, oxidative stress, fibrinolysis, hydrogen peroxide, antioxidants, bienzyme superoxide dismutase-chondroitin sulphate-catalase conjugate, clot structure, resistance to fibrinolysis.

Сведения об авторах
Ваваев Александр Владимирович – канд. биол. наук, науч. сотр. лаб. биохимической инженерии ИЭК ФГБУ РКНПК Минздрава России
Турашев Аскар Дамирович – канд. биол. наук, науч. сотр. лаб. биохимической инженерии ИЭК ФГБУ РКНПК Минздрава России
Ваваева Анна Владимировна – ассистент каф. органической и биологической химии ФГБОУ ВПО МПГУ
Кутузова Нина Михайловна – д-р биол. наук, проф., зав. каф. органической и биологической химии ФГБОУ ВПО МПГУ
Максименко Александр Васильевич – д-р биол. наук, проф., рук. лаб. биохимической инженерии ИЭК ФГБУ РКНПК Минздрава России. E-mail: alexmak@cardio.ru

Эффективность тромболизиса эндогенными соединениями и экзогенными препаратами в значительной мере определяется величиной их активности и моментом воздействия [1]. При острых сердечно-сосудистых поражениях реперфузионная терапия оказывается лечением выбора. Действенным резервом повышения ее эффективности предстает изучение структуры фибринового сгустка [2–4]. Его стабильность зависит от свойств фибрин-мономера, и молекулярные механизмы, определяющие структуру образующегося фибрина, контролируют его стабильность (толщину фибриновых волокон, размер пор в его сети, полиморфизм фактора XIII, устойчивость фибринового сгустка к потоку и ферментативной деструкции) [2]. Фибриновый сгусток, построенный из коротких плотно упакованных волокон, сшитых под действием фактора XIIIa, становится жестким и резистентным к фибринолизу [5]. Образование подобных сгустков может быть предиктором поражения коронарных артерий и гипофибринолиза.
У молодых пациентов (младше 45 лет) с острым инфарктом миокарда отмечалось образование таких фибриновых сгустков [2, 5]. Кроме того, фибриновый сгусток, образующийся у пациентов с острым коронарным синдромом, был менее проницаемым, чем сгусток, образующийся у пациентов со стабильной стенокардией [6]. Такие отличия были связаны со вкладом С-реактивного белка [6, 7] и окислительного стресса в фибриногенез [8, 9]. Приведенные сведения указывают на изменчивость структуры фибринового сгустка, ее важность для фибринолиза и влияние на образование фибриновой сети ряда факторов, в том числе  и окислительного стресса [8–11].
Окислительный стресс весьма часто сопутствует развитию сердечно-сосудистой патологии. Отмечалось, что модификация структур фибриногена/фибрина под действием активных форм кислорода, избыточно образующихся при окислительном стрессе, придает возникающему фибриновому сгустку резистентность к фибринолизу [12, 13]. Усиливающее действие окислительного стресса на резистентность фибринового сгустка к фибринолизу дает основание оценить целесообразность применения антиоксидантов [6, 12, 13]. Вместе с тем влияние антиоксидантов, их взаимодействия с активными формами кислорода на стабильность фибринового сгустка исследованы еще не были.
Используя в качестве антиоксидантного средства полученный нами биферментный ковалентный конъюгат супероксиддисмутаза-хондроитинсульфат-каталазу (СОД-ХС-КАТ) [14] и вызывая развитие окислительного стресса введением в модельную систему фибринолиза пероксида водорода, мы оценивали влияние этих агентов и их взаимодействия на эффективность фибринолиза.
Целью изучения стало выяснение эффектов СОД-ХС-КАТ и пероксида водорода на формирование фибринового сгустка и его деструкцию (под действием урокиназы и плазминогена) при разной локализации (в сгустке или омывающем его растворе) компонентов окислительно-восстановительной системы (пероксида водорода и биферментного СОД-ХС-КАТ-конъюгата) в процессе фибринолиза.

Материалы и методы
Реагенты. В работе были использованы препараты нативной урокиназы (Japan Chemical Research, Япония), бычий фибриноген, очищенный от плазминогена (Miles Laboratories Inc., США), полученный и охарактеризованный в нашей лаборатории ранее биферментный конъ­югат СОД-ХС-КАТ (содержание белка в препарате 5%) [9, 14]. Все остальные реактивы, включая тромбин, плазминоген, компоненты буферных растворов, отечественного производства.
Методы. Определение фибринолитической активности in vitro проводили в модельной системе, разработанной нами ранее [15]. В пластмассовой трубке, одно из отверстий которой затянуто полупроницаемой сеткой, формируется фибриновый сгусток. Трубка со сгустком затем помещается над поверхностью омывающего буферного раствора (0,05 М Na-фосфатный буфер pH 7,5 с 0,15 М NaCl) так, чтобы его поверхность касалась сетки с расположенным на ней фибриновым сгустком. В омывающем буферном растворе находятся активатор плазминогена (урокиназа) и плазминоген, и, в зависимости от условий эксперимента, пероксид водорода и/или биферментный конъюгат. Последние (Н2О2 и СОД-ХС-КАТ) могут вноситься также в тромбин-фибриногеновую смесь при формировании фибринового сгустка. В ходе инкубации описанной системы при комнатной температуре происходит лизис фибринового сгустка, деградированные фрагменты которого переходят через мембрану-сетку в омывающий раствор. Периодически из последнего отбирали пробы и измеряли их абсорбцию (при длине волны 280 нм), а трубки (после подсушивания на фильтровальной бумаге) взвешивали на аналитических весах. Прирост оптической плотности раствора за единицу времени (пропорциональный скорости фибринолиза) вместе со степенью снижения массы подсушенного фибринового сгустка в ходе эксперимента служили параметрами, характеризующими эффективность фибринолиза в этих условиях.
Формирование фибринового сгустка проводили в описанных выше вертикально установленных пластмассовых трубочках с полупроницаемой сеткой в ее нижней части, закрытой в течение срока формирования сгустка парафиновой пленкой. Сгустки формировали в течение 1,5 ч при комнатной температуре, инкубируя 0,33 мл указанного выше буферного раствора фибриногена (14 мг/мл, без примесей плазминогена) и 0,13 мл того же буферного раствора тромбина
(32 U NIH/мл). Это стандартная процедура. Также в зависимости от условий эксперимента добавляли пероксид водорода (0,22–1,0 мМ) и/или биферментный конъюгат (0,1 мг белка). После формирования сгустка парафиновую пленку снимали, трубочку со сгустком взвешивали, после чего сгусток в трубочке подсушивали на фильтровальной бумаге и вновь взвешивали. По разнице полученных показателей оценивали эффективность тромбинового свертывания фибриногена.
В омывающем сгусток буферном растворе содержались стандартно урокиназа (250–300 IU/мл) и плазминоген (5 мг/мл). В него вносили по условиям эксперимента пероксид водорода (0,22–1,0 мМ) и/или биферментный конъюгат (0,1 мг белка). Объем омывающего раствора был постоянным (6 мл).
Детали экспериментальных манипуляций даны в подписях к представленным рисункам. Приведенные на них значения являются средним из 3–4 определений (величина погрешности измерения составляет 3–4%).

Результаты и обсуждение
Модельная система фибринолиза [15] позволяла судить об его эффективности посредством периодического измерения абсорбции (оптической плотности) омывающего раствора, содержащего урокиназу и плазминоген, и по массе остающегося на мембране сгустка. В координатах «оптическая плотность омывающего раствора (А280) – время инкубации с ним сгустка (t)» были получены следующие условные значения тангенсов наклона полученных спрямленных кривых: для омывающего буферного раствора без добавок – 0,2,5-1.jpg с добавками плазминогена – 0,2, только урокиназы – 0,3, одновременно урокиназы и плазминогена – 0,9. Полученные значения подтверждали эффективное протекание фибринолиза в присутствии урокиназы и плазминогена, достоверно превосходящее показатели контрольных экспериментов. Установленные активные дозы урокиназы и плазминогена последовательно использовали во всех дальнейших экспериментах (с соответствующей периодической проверкой фоновых реакций). Величина погрешности измерений составила 3–4%.
Степень сворачиваемости фибриногена в фибриновый сгусток составляла в среднем для всех экспериментов 75,0±0,7% (SD 5,9%). Статистически значимых различий (р<0,05, ANOVA) между экспериментами с разным составом тромбин-фибриногеновой смеси (без и с добавками к ней пероксида водорода и/или биферментного конъ­югата) не было обнаружено.
Влияние компонентов окислительно-восстановительной системы на формирование фибринового сгустка оценивали по сравнительному фибринолизу стандартного фибринового сгустка (без каких-либо добавок к тромбин-фибриногеновой смеси) и по отношению к фибриновому сгустку, полученному с добавлением к тромбин-фибриногеновой смеси указанных далее агентов. Исходный состав омывающего сгусток раствора был одинаков. Оказалось, что изначальное добавление к формирующемуся фибриновому сгустку пероксида водорода, биферментного конъюгата СОД-ХС-КАТ или одновременно их обоих вызывало замедление фибринолиза как по показателям абсорбции омывающего раствора (рис. 1, А), так и по данным изменения сухой массы остаточного сгустка (рис. 1, Б). Величина ингибирования уменьшалась в ряду: пероксид водорода > СОД-ХС-КАТ > одновременно Н2О2 и СОД-ХС-КАТ. Влияние 0,22 или 1,0 мM пероксида водорода на формирование фибринового сгустка было сходным. Поскольку 0,15–0,2 мМ пероксида водорода считаются физиологически избыточными [14], в дальнейших экспериментах использовали 0,22 мМ пероксида водорода. Отметим, что антиоксидантное действие СОД-ХС-КАТ уменьшало эффект пероксида водорода, а собственный вклад в ингибирование фибринолиза биферментный конъюгат вносил, по-видимому, благодаря встраиванию в формирующийся фибриновый сгусток его белковой структуры. Такое заключение подтверждалось сходным влиянием на фибринолиз конъюгата СОД-ХС-КАТ и близкой к нему по молекулярной массе b-галактозидазы (рис. 1, а, б), как и примеры других белков [16–18]. Присутствие в формирующемся сгустке b-галактозидазы вместе с пероксидом водорода вызывало ингибиров5-2.jpgание фибринолиза, по крайней мере, не меньшее, чем в присутствии только b-галактозидазы.Добавление к формирующемуся сгустку исследуемых агентов через 0,5 ч после начала его образования давало в целом картину (рис. 2), сходную с обнаруженной ранее (см. рис. 1). Следует отметить, что при этом ингибирование фибринолиза пероксидом водорода и СОД-ХС-КАТ были сходны друг с другом (по тангенсам наклона прямых) и менее выражены, чем при изначальном присутствии в сгустке (см. рис. 1). Антиоксидантное действие СОД-ХС-КАТ оказалось более эффективным (см. рис. 2). Можно полагать, что сохранение фибриновым сгустком в большей мере своей оригинальной структуры способствует проявлению наблюдаемых эффектов.Отмечая влияние пероксида водорода и конъюгата СОД-ХС-КАТ на формирование структуры образующегося фибринового сгустка, достоверно проявляющееся в повышении резистентности к фибринолизу (см. рис. 1, 2), мы попытались проследить влияние этих компонентов окислительно-восстановительной системы при разных сроках их попадания в тромбин-фибриногеновую смесь. При этом один из компонентов был внесен в нее c самого начала, а другой через 30 мин. Полученные данные сравнивались с исходным присутствием в формирующемся фибриновом сгустке пероксида водорода и конъюгата СОД-ХС-КАТ (рис. 3). Наибольшее ингибирование фибринолиза обеспечивалось именно в этом случае (рис. 3, А) и в случае внесения конъюгата СОД-ХС-КАТ с последующим добавлением пероксида водорода (рис. 3, Б). Увеличение временного интервала между внесением агентов до 1 ч давало сходную картину. Вероятно, включение СОД-ХС-КАТ в структуру фибринового сгустка ограничивало его подвижность в нем и снижало его антиоксидантное действие. В самом деле, при первоначальном внесении пероксида водорода с последующей добавкой через 30 мин (см. рис. 3) или 1 ч (не показано) конъюгата СОД-ХС-КАТ скорость фибринолиза оказывалась близкой к контрольному показателю, особенно по изменению массы лизируемого сгустка. При такой схеме эксперимента конъюгат СОД-ХС-КАТ, по-видимому, вполне эффективно успевал проявить свое антиоксидантное действие в тромбин-фибриногеновой смеси при сохранении своей подвижности в ней. С ростом интервала времени от появления пероксида водорода до внесения конъ­югата она снижалась.5-3.jpg
Влияние компонентов окислительно-восстановительной системы, находящихся в омывающем растворе, на фибринолиз стандартного сгустка (сформированного без добавок исследуемых агентов) различалось по ингибирующему эффекту. В целом, как и ранее, индивидуальное внесение в омывающий раствор пероксида водорода и конъюгата СОД-ХС-КАТ вызывало ингибирование фибринолиза (рис. 4). Одновременное внесение этих агентов демонстрировало эффективность фибринолиза, близкую к контрольной. Можно полагать, что такой эффект вызывало антиоксидантное действие конъюгата СОД-ХС-КАТ (рис. 4, А, Б). Следует заметить, что в этих условиях внесение дополнительных соединений в омывающий раствор приводило к независимому от присутствия сформированного фибринового сгустка изменению абсорбции раствора (см. рис. 4, В). Это могло быть обусловлено взаимодействием белковых компонентов друг с другом, влиянием внесенных соединений на активность образующегося плазмина и урокиназы, изменением свойств микрозоны активного фибринолиза и другими факторами. Такие задачи составляют предмет отдельного самостоятельного изучения. Излом спектрофотометрических данных наблюдался при сроке инкубации около 2 ч (см. рис. 4, А, В). Отмеченная особенность придавала большую надежность данным измерения сухой массы остающегося лизированного фибринового сгустка (см. рис. 4, Б), которая, в общем, изменялась достаточно сходно с данными спектрофотометрии (см. рис. 4, А).
Для выяснения отмеченных тенденций мы проследили за сравнительным фибринолизом стандартного фибринового сгустка при внесении агентов в омывающий раствор сразу и через 1 ч после начала фибринолиза. Оказалось, что первоначальное присутствие в растворе конъюгата СОД-ХС-КАТ, в меньшей мере пероксида водорода, заметно ингибировало фибринолиз (рис. 5). Такие результаты не исключали встраивание конъ­югата СОД-ХС-КАТ в лизирующийся фибриновый сгусток и ограничение его взаимодействия с пероксидом водорода в объеме инкубационного раствора и по массе сгустка. С другой стороны, исходное присутствие пероксид5-4.jpgа водорода в омывающем сгусток растворе допускало как его нейтрализацию действием конъюгата СОД-ХС-КАТ, так и тромборезистентное воздействие оксиданта на сгусток. Представляется весьма важным изначальное одновременное присутствие в растворе пероксида водорода и конъюгата СОД-ХС-КАТ (обеспечивающее уровень фибринолиза, сходный с контрольным, особенно на рис. 4, Б; 5, Б). Эти результаты подчеркивали важность раннего присутствия антиоксиданта в зоне фибринолиза при окислительном стрессе.
Ограничения используемой системы
Нашу модельную систему фибринолиза in vitro [15] отличают простота устройства и ряд ограничений. Последние связаны с отсутствием клеточной компоненты сосудистой стенки и крови, обеспечением простого молекулярного состава взаимодействующих реагентов, игнорированием роли потока биологическ5-5.jpgой жидкости и пр. Вместе с тем предложенное упрощение системных взаимодействий позволяет наглядно проследить наблюдаемые тенденции изменения исследуемых параметров при сравнительно невысоком уровне затрат. Опираясь на выявленные закономерности, можно составить обоснованное заключение.

Заключение
При попадании компонентов исследуемой окислительно-восстановительной системы в тромбин-фибриногеновую смесь формирующегося фибринового сгустка по отдельности они ингибируют фибринолиз, встраиваясь и закрепляясь в структуре сгустка (как конъюгат СОД-ХС-КАТ), и изменяют ее, повышая резистентность к фибринолизу (как пероксид водорода). Одновременное присутствие в формирующемся сгустке производного СОД-ХС-КАТ и пероксида водорода в меньшей степени ингибирует фибринолиз благодаря антиоксидантному действию конъюгата и указывает на важность сохранения его подвижности в фибриновой сети. Нейтрализация активных форм кислорода антиоксидантами внутри фибринового сгустка способствует его фибринолизу в большей мере, чем без такого воздействия.
При локализации конъюгата СОД-ХС-КАТ или пероксида водорода снаружи сформированного фибринового сгустка (в омывающем его растворе) они ингибируют фибринолиз, встраиваясь в структуру свежего фибринового сгустка (как конъюгат СОД-ХС-КАТ) и придавая ей более высокую резистентность к фибринолизу (как пероксид водорода). Антиоксидантное действие конъюгата СОД-ХС-КАТ в модельной системе при одновременном присутствии в растворе вместе с пероксидом водорода способствует эффективному лизису фибринового сгустка, подчеркивая важность раннего присутствия антиоксидантного агента в зоне фибринолиза при окислительном стрессе.Разнообразие наблюдаемых эффектов ингибирования фибринолиза (при разных сроках попадания в модельную систему компонентов окислительно-восстановительного взаимодействия) подчеркивает значимость определения достоверного интервала эффективных доз антиоксидантного агента в условиях окислительного стресса. Ситуация заметно усложняется при одновременном нахождении исследуемых компонентов в растворе и их попадании в образующийся сгусток. Полученные данные свидетельствуют в пользу применения невысоких доз белковых антиоксидантов и необходимости их скорейшего введения в зону фибринолиза.
Список исп. литературыСкрыть список
1. Maksimenko AV. Thrombolysis research – new objectives after a shift of accent. Med Sci Monit 2002; 8 (1): RA13–RA21.
2. Lord ST. Molecular mechanisms affecting fibrin structure and stability. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2011; 3: 494–9.
3. Silveira A., Hamsten A. Fibrin gel architecture influences endogenous fibrinolysis and may promote coronary disease. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2006; 26: 2419–20.
4. Maksimenko AV, Tischenko EG. Macromolecular ensembles of internal and external fibrinolysis: the resources for enhancement of thrombolysis efficacy. Curr Med Chem 2006; 13: 1617–25.
5. Collet JP, Allali Y, Lesty C et al. Altered fibrin architecture is associated with hypofibrinolysis and premature coronary atherothrombosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2006; 26: 2567–73.
6. Undas A, Szuldrzynski K, Stepien E et al. Reduced clot permeability and susceptibility to lysis in patients with acute coronary syndrome: effect of inflammation and oxidative stress. Atherosclerosis 2008; 196: 551–7.
7. Weil BR, Greiner JJ, DeSouza CA, Stauffer BL. Relation of C-reactive protein to endothelial fibrinolytic function in healthy adults. Am J Cardiol 2011; 108: 1675–9.
8. Upchurch Jr GR, Ramdev N, Walsh MT, Loscalzo J. Prothrombotic consequences of the oxidation of fibrinogen and their inhibition by aspirin. J Thromb Thrombolysis 1998; 5 (1): 9–14.
9. Maksimenko AV. Experimental antioxidant biotherapy for protection of vascular wall by modified forms of superoxide dismutase and catalase. Curr Pharm Design 2005; 11 (16): 2007–16.
10. Рагино Ю.И., Баум В.А., Полонская Я.В. и др. Взаимосвязь окисленного фибриногена с нарушениями гемостаза и функции эндотелия при инфаркте миокарда. Бюл. эксперим. биологии и медицины. 2008; 145 (4): 389–91.
11. Пирязев А.П., Асейчев А.В., Азизова О.А. Влияние окислительномодифицированного фибриногена на образование и лизис фибринового сгустка в плазме крови. Бюл. эксперим. биологии и медицины. 2009; 147 (12): 640–3.
12. Липинский Б. Особенности структуры фибрина могут быть причиной устойчивости к тромболитической терапии. Тромбы, кровоточивость и болезни сосудов. 2009; 8: 11–3.
13. Parastatidis I, Tomson L, Burke A et al. Fibrinogen b-chain tyrosine nitration is a prothrombotic risk factor. J Biol Chem 2008; 283 (49): 33846–53.
14. Maksimenko AV, Golubykh VL, Tischenko EG. The combination of modified antioxidant enzymes for anti-thrombotic protection of the vascular wall: the significance of covalent connection of superoxide dismutase and catalase activities. J Pharmacy Pharmacol 2004; 56: 1463–8.
15. Максименко А.В., Тищенко Е.Г., Добровольский А.Б. Сочетанная активация плазминогена под действием тканевого активатора плазминогена и конъюгата урокиназа-фибриноген в условиях in vitro. Хим.-фарм журн. 1998; 32 (4): 3–7.
16. Kolev K, Longstaff C, Machovich R. Fibrinolysis at the fluid-solid interface of thrombi. Curr Med Chem Cardiovasc Haematol Agents 2005; 3 (4): 341–55.
17. Kolev K, Tenekedjiev K, Ajtai K et al. Myosin: a noncovalent stabilizer of fibrin in the process of clot dissolution. Blood 2003; 101 (11): 4380–6.
18. Merkle DL, Cheng CH, Castellino FJ, Chibber BA. Modulation of fibrin assembly and polymerization by the b-amyloid of Alzheimer’s disease. Blood Coagul Fibrinolysis 1996; 7 (6): 650–8.
Количество просмотров: 502
Предыдущая статьяИ.И.Чукаева1, И.В.Комарова1, А.В.Кравченко2, Т.Е.Кушакова2
Следующая статьяИзменение длины теломер хромосом при воздействии климатических условий, имитирующих жару в Москве летом 2010 года